Archiwum Tagów | "plemnik"

swimcount domowe badanie nasienia i plodnosci meskiej

Tags: , , , ,

SwimCount – domowy test do badania nasienia

Opublikowany w 02 stycznia 2018 przez eliza

Na światowym i polskim rynku pojawiają się nowe rozwiązania i urządzenia ułatwiające analizę i badanie nasienia. Są to zarówno nowe rozwiązania dla klinik leczenia niepłodności i laboratoriów diagnostycznych wykonujących badanie nasienia, ulepszenia ułatwiające analizę manualną jak i wspomaganą komputerowo, ale także rozwiązania „domowe”, czyli testy które pacjent sam może wykonać z próbki nasienia. Chociaż testy i badania wykonywane w profesjonalnych laboratoriach są z reguły najbardziej wiarygodne w pewnych sytuacjach wykonanie testów domowych może być uzasadnione. Jeśli chodzi o badanie nasienia ciągle zdarzają się sytuacje, że mężczyźni z różnych powodów nie chcą udać się na badanie do laboratoriów (więcej o takich powodach piszemy na: Dlaczego mężczyzna nie chce zbadać nasienia i jak go przekonać?) stąd urządzenia czy testy do samokontroli stanu nasienia „w domu” w tej grupie pacjentów mogą okazać się rozwiązaniem „pomostowym”, pozwalającym na choćby wstępną, skreeningową ocenę jakości nasienia. W konsekwencji może stać się to przyczynkiem do wykonania badania w laboratorium diagnostycznym. Innym powodem sensowności wykorzystywania testów domowych może być znaczna odległość, czy niedostępność laboratorium – w Polskich realiach faktycznie są miejsca na mapie gdzie do najbliższego laboratorium wykonującego tego typu badania pacjent musiałby dojechać np. 100km co wiąże się z uciążliwościami (konieczność dopasowania się do godzin pracy laboratorium, koszty, czas dojazdu, dzień wolny w pracy itp.). A ponieważ popyt nakręca podaż do „domowe” testy płodności stają się w naszym kraju dostępne i pacjenci będą po nie zapewne sięgać – ważne aby wykonywali je prawidłowo, zgodnie z zaleceniami producenta oraz mieli świadomość, że nie należy ich traktować jako ostatecznej wyroczni w sprawach swojej płodności i w sytuacjach przedłużających się problemów z zajściem w ciążę konsultacja lekarska (a i z pewnością ocena nasienia w laboratorium diagnostycznym) może okazać się nieunikniona.

Nowością na polskim rynku testów oceniających nasienie (spermę) jest urządzenie SwimCount. Jest to test oceniający koncentrację plemników ruchliwych, a więc odnoszący się do dwóch z ważnych parametrów dotyczących plemników – ich liczby i ruchliwości.

swimcount domowe badanie nasienia i plodnosci meskiej Wykonanie testu zajmuje około godziny od oddania nasienia: 30 minut to czas upłynnienia próbki po oddaniu i kolejne 30 minut to oczekiwania na wynik.

Wykonanie jest dość proste – po oddaniu całego nasienia do kubeczka znajdującego się w zestawie należy odczekać pół godziny – jest to czas w którym nasienie powinno się upłynnić (zmienić stan z półstałego na wyraźnie płynny). Upłynnione nasienie należy wymieszać dokładnie załączoną do zestawy strzykawką, odmierzyć 0,5 mililitra i nanieść tą objętość na okienko oznaczone na urządzeniu symbolem „1”. Następnie przesuwa się suwak z boku urządzenia i odczekuje 30 minut utrzymując test SwimCount w pozycji poziomej. Po tym czasie przesuwa się suwak z powrotem i po kolejnych 5 minutach odczytuje wynik w okienku oznaczonym symbolem lupki. Interpretacja wyniku jest zależna od nasilenie koloru – od jasno niebieskiego (oznaczającego <5 milionów plemników ruchliwych na mililitr nasienia, czyli niski potencjał płodności), do ciemnoniebieskiego (oznaczającego >20 milionów plemników ruchliwych na mililitr nasienia, czyli wysoki potencjał płodności).

Test SwimCount można wykonać samodzielnie w domu – może go wykonać sam pacjent lub inna osoba, nie jest wymagana do tego żadna specjalistyczna wiedza medyczna czy diagnostyczna ani dodatkowy sprzęt. Wszystkie niezbędne materiały do wykonania testu są zawarte w zestawie, który zawiera też szczegółową „obrazkową” instrukcją wykonania (można się z nią zapoznać także tutaj: instrukcja SwimCount – domowe badanie nasienia).

W każdym przypadku należy jednak mieć na uwadze, że test SwimCount (jak i wszystkie inne testy „domowe”) ocenia tylko wybrane parametry nasienia, czyli liczebność i ruchliwość plemników. Niestety testy te nie uwzględniają innych parametrów plemników i nasienia, które są analizowane w podstawowym badaniu laboratoryjnym nasienia (znanym także jako spermiogram czy seminogram); są to np. morfologia plemników, ich żywotność, obecność innych komórek (w tym leukocytów), aglutynacja plemników, objętość nasienia, pH, lepkość… Czasem w czasie mikroskopowego badania ogólnego nasienia doświadczony diagnosta może także wykryć inne nieprawidłowości (np. obecność Trichomonas vaginalis czyli rzęsistka pochwowego, globozoospermię, makrozoospermię – więcej o tych nieprawidłowościach można przeczytać w innych artykułach: Globozoospermia i związane z nią nieprawidłowości – case report, Teratozoospermia monomorficzna – globozoospermia i makrozoospermia), co nie jest możliwe przy użyciu testów „domowych”.

Dlatego należy pamiętać – test SwimCount świetnie nadaje się jako badanie wstępne, przesiewowe w przypadkach gdy badanie nasienia w laboratorium jest z różnych względów utrudnione, ale zarówno jego niekorzystny wynik (poniżej 5 milionów plemników ruchliwych na ejakulat) jak i przedłużające się problemy z poczęciem dziecka pomimo pozytywnego wyniku testu powinny skłonić pacjenta do wizyty u specjalisty oraz wykonania badania diagostycznego nasienia.

Test SwimCount posiada Certyfikat Zgodności CE0086 oraz Certyfikaty Jakości ISO 9001:13485.

Test SwimCount można kupić w naszym sklepie internetowym w najniższej cenie w Polsce: link

Komentarze (0)

Test HBA – poszerzenie diagnostyki seminologicznej dostępne dla każdego laboratorium

Tags: , , ,

Test HBA – poszerzenie diagnostyki seminologicznej dostępne dla każdego laboratorium

Opublikowany w 25 października 2013 przez eliza

Test wiązania z hialuronianem (kwasem hialuronowym) znany jako HBA (ang. Hyaluronan Binding Assay) jest testem funkcjonalności plemników rozszerzającym rutynową diagnostykę seminologiczną (producent: ORIGIO).

Zdolność wiązania się plemników z hialuronianem jest uzyskiwana w końcowych etapach produkcji i jest oznaką nie tylko obecności samego receptora w błonie komórkowej plemnika, ale i prawidłowego ukończenia takich etapów produkcji plemników, jak rozdziału materiału genetycznego w czasie mejozy, stabilizacji tego materiału, pozbycia się nadmiaru cytoplazmy, wytworzenia struktur akrosomu, wstawki i witki plemnika, przemodelowania struktury błony komórkowej i wbudowania w nią odpowiednich, innych receptorów.

Kwas hialuronowy jest związkiem obficie występującym w osłonce przejrzystej oraz wieńcu promienistym otaczającym oocyt i z tego względu receptor dla tego kwasu jest tak ważny dla prawidłowego funkcjonowania plemnika. Plemniki wykazujące możliwość wiązania z hialuronianem mają tym samym zdolność do rozpoznania komórki jajowej, przenikania przez otaczające ją osłony, a tym samym do zapłodnienia. Natomiast plemniki nie wiążące się z kwasem hialuronowym tych zdolności nie mają. Dlatego metoda z zastosowaniem kwasu hialuronowego (diagnostycznie szkiełka HBA, terapeutycznie – PICSI) okazuje się równie przydatnym narzędziem diagnostycznym jak np. testy defragmentacji DNA, a jeśli chodzi o typowanie plemników które powinny być użyte do zapłodnienia (metodą PICSI) jest jedyna w swoim rodzaju.

 

Wykonanie testu

Wykonanie i ocena testu są wyjątkowo proste i szybkie. Na szkiełko podstawowe opłaszczone kwasem hialuronowym nakłada się 7-10μl wymieszanego nasienia i nakrywa szkiełkiem nakrywkowym zawierającym w centrum siatkę 10×10 kwadratów (analogiczną jak w komorze Maklera) ułatwiającą zliczanie (oba szkiełka są dostarczone w zestawie do wykonywania testu).

 

HBA komora

Zdjęcie przedstawia szkiełko do wykonywania testu HBA. Na każdym szkiełku znajdują się dwa pola do wykonania dwóch testów. Na zdjęciu pole po lewej jest przykryte szkiełkiem nakrywkowym.

 

Szkiełko ocenia się w mikroskopie świetlnym po 10-20 minutach, w powiększeniu 200 lub 400x. Należy zliczyć przynajmniej 100 ruchliwych plemników (zliczenie większej liczby zwiększa precyzję metody), które różnicuje się na dwie grupy:
– plemniki, które związały się z kwasem hialuronowym – nie wykazujące ruchu postępowego, związane główką z powierzchnią szkiełka, wykazujące szybkie ruchy witki z jednoczesnym brakiem ruchu postępowego (mogą okręcać się wokół osi wyznaczonej przez główkę plemnika),
– plemniki niewiążące się z kwasem hialuronowym – wykazujące ruch postępowy bez oznak wiązania.

Wg zaleceń producenta wynik testu traktuje się jako prawidłowy jeżeli >=80% ruchliwych plemników wiąże się w teście HBA (mniej niż 80% ruchliwych plemników związanych – wynik nieprawidłowy, płodność obniżona). Nie należy jednak interpretować tych wartości w taki sposób, że wartości poniżej 80% świadczą o bezpłodności – im niższy odsetek plemników związanych z hialuronianem, tym słabszy (ale nie zerowy) ich potencjał do zapłodnienia.

Poniższe filmy przedstawiają pozytywny i negatywny wynik testu HBA.

Negatywny wynik testu HBA – preparat mikroskopowy z nasienia, w którym widoczne są plemniki pływające swobodnie i nie „przyłączające się” do szkiełka mikroskopowego pokrytego kwasem hialuronowym.

Pozytywny wynik testu HBA – preparat mikroskopowy z nasienia, w którym widoczne są plemniki w większości przyłączone do szkiełka mikroskopowego pokrytego kwasem hialuronowym (stosunkowo niewiele plemników pływa swobodnie). Główki plemników są „uwięzione” na szkiełku, natomiast witki poruszają się.

Zobacz inne filmy na: badanie-nasienia.pl/filmy

Należy pamiętać, że test HBA można wykonać jedynie w próbkach, w których występują plemniki ruchliwe. Poza tym badanie to może być trudne do przeprowadzenia u pacjentów z bardzo małą liczbą plemników (analiza może być pracochłonna i wymagać użycia więcej niż jednego szkiełka). Jednakże, dla tych pacjentów (oligozoospermia, kryptozoospermia) badanie wiązania z hialuronianem może mieć szczególną wagę – decyduje ono o kwalifikacji do odpowiedniej procedury zapłodnienia pozaustrojowego: ICSI lub PICSI, oraz o szansach powodzenia tych procedur. PICSI jest techniką docytoplazmatycznego wstrzyknięcia plemnika (czyli ICSI) poprzedzoną wyborem plemnika związanego z hialuronianem, czyli dojrzałego. Zdolność wiązania z hialuronianem jest zachowana po procedurach mrożenia nasienia oraz po ich preparatyce np. wirowaniu w gradiencie lub swim-upie, jednakże ww. wartości do interpretacji wyniku są ustalone dla nasienia świeżego.

 

Wskazania do wykonania

Ze względu na fakt, iż nawet prawidłowy wynik badania ogólnego nasienia nie gwarantuje płodności danego mężczyzny, test HBA jest traktowany jako badanie uzupełniające w diagnostyce męskiej niepłodności. Z tego względu może być wykonywany rutynowo przy każdej analizie nasienia lub jako badanie rozszerzające diagnostykę, o szczególnej wadze w następujących przypadkach:

– pacjenci o prawidłowych parametrach badania ogólnego, w sytuacji przedłużającej się niepłodności o nieustalonej przyczynie;
– pacjenci o wysokim odsetku plemników o nieprawidłowej morfologii;
– pacjenci o wysokim odsetku plemników z zaburzeniami jakości chromatyny plemnikowej;
– pacjenci kwalifikowani do metod rozrodu wspomaganego, szczególnie do ICSI, w celu ustalenia czy należy u nich zastosować tradycyjną procedurę, czy powinno się ją poprzedzić selekcją plemników na podłożu z hialuronianem (PICSI).

Należy też pamiętać, że obecność receptora dla hialuronianu na plemnikach może być czasowo upośledzana przez różne czynniki zaburzające produkcję i dojrzewanie plemników, dlatego też wynik testu HBA nie jest niezmienny przez całe życie pacjenta. Z tego też powodu w niektórych przypadkach stosowne może być powtórzenia badania.

Podsumowując, test HBA jest bardzo cennym wzbogaceniem diagnostyki seminologicznej, technicznie dostępnym dla każdego laboratorium wykonującego badanie ogólne, gdyż nie wymaga żadnego dodatkowego sprzętu i wyposażenia poza mikroskopem.

 

Wyłącznym dystrybutorem w Polsce jest firma:
Rovers Polska Sp. z o.o.
05-501 Piaseczno, ul. Stołeczna 10
tel.: 22 737-11-95, faks: 22 737-11-96
e-mail: info@rovers.pl

 

Więcej nt. sposobu wykonania testu HBA oraz PICSI: link


Komentarze (0)

Rycina – zrodla RTF, witaminy

Tags: , , ,

Rola antyoksydantów w leczeniu niepłodności u mężczyzn

Opublikowany w 15 stycznia 2013 przez eliza

Streszczenie

Stres oksydacyjny spowodowany jest zachwianiem równowagi między wytwarzaniem tzw. reaktywnych form tlenu (RFT) a działaniem ochronnego systemu antyoksydacyjnego odpowiedzialnego za ich neutralizowanie i usuwanie. Nadmiar RFT powoduje występowanie reakcji patologicznych prowadzących do uszkodzenia komórek i tkanek. Plemniki są szczególnie wrażliwe na szkodliwe działanie RFT. Stres oksydacyjny uszkadza ich czynność, powoduje uszkodzenia strukturalne DNA i przyśpiesza apoptozę, a konsekwencją jest ich zmniejszona liczebność oraz zaburzenie czynności, spadek ruchliwości i nieprawidłowa morfologia. Prowadzi to do niemożności uzyskania zapłodnienia lub zaburzenia rozwoju zarodka. Główne komórkowe źródła RFT w nasieniu to niedojrzałe plemniki i leukocyty. Wzrost liczby leukocytów może być wynikiem stanu zapalnego, ale także działania szkodliwych czynników środowiskowych, długiej abstynencji seksualnej czy żylaków powrózków nasiennych. Ochronny system antyoksydacyjny w nasieniu składa się z czynników enzymatycznych, jak i nieenzymatycznych. Mikroelementy m.in. takie jak cynk, selen, miedź i chrom wchodzą w skład budowy wielu enzymów tego systemu. Do nieenzymatycznych antyoksydantów należą między innymi witaminy A, E, C i z grupy B, glutation i kwas pantotenowy. Wydaje się, że niedobór każdego z tych czynników może powodować obniżenie całkowitego potencjału antyoksydacyjnego. W badaniach in vitro i in vivo udowodniono korzystny wpływ na płodność wielu czynników o działaniu antyoksydacyjnym, dlatego polecane jest ich stosowanie jako terapii wspomagającej w leczeniu niepłodności u mężczyzn.

Wstęp

Światowa Organizacja Zdrowia (ang.: World Health Organization, WHO) definiuje niepłodność jako niemożność uzyskania ciąży w okresie 12 miesięcy regularnego współżycia pary w celach koncepcyjnych. Niepłodność dotyka 13-20% par w Polsce i na świecie, bez względu na rasę, czy1-4 przynależność etniczną . Ocenia się, że wśród par niepłodnych czynnik męski stanowi od 25% do nawet 50%2,5,6. Wartości referencyjne parametrów nasienia według WHO (2010) przedstawione są  w tabeli 17.

Chociaż wśród przyczyn męskiej niepłodności wyróżnić można nieprawidłowości anatomiczne, takie jak żylaki powrózka nasiennego, niedrożność dróg wyprowadzających nasienie, czy też zaburzenia neurologiczne ejakulacji, to jednak większość jej przypadków stanowią zaburzenia procesu spermatogenezy oraz czynności plemników1. Pomimo rozwoju nauki i coraz doskonalszych metod diagnostycznych w dalszym ciągu w części przypadków etiologia i patogeneza zaburzeń męskiej płodności pozostaje nieznana stanowiąc tzw. niepłodność idiopatyczną 8.
Niemały udział w zaburzeniu męskiej płodności przypisuje się czynnikom środowiskowym takim jak narażenie na działanie niektórych związków chemicznych, metali ciężkich, środków  ochrony roślin, a także podwyższonej temperatury, czy promieniowania elektromagnetycznego9-11. Palenie tytoniu, nadużywanie alkoholu, przewlekły stres, otyłość, stany zapalne w męskim układzie płciowym są także powiązane z obniżeniem męskiej płodności12-15. Konsekwencją działania większości wymienionych czynników jest stres oksydacyjny.

Stres oksydacyjny spowodowany jest zachwianiem równowagi między wytwarzaniem tzw. reaktywnych form tlenu (RFT, ang.: reactive oxygen species, ROS) a działaniem ochronnego systemu antyoksydacyjnego odpowiedzialnego za ich neutralizowanie i usuwanie. Nadmiar RFT powoduje występowanie reakcji patologicznych prowadzących do uszkodzenia komórek i tkanek. Plemniki są szczególnie wrażliwe na szkodliwe działanie RFT, ponieważ ich błona komórkowa zawiera duże ilości nienasyconych kwasów tłuszczowych, które ulegają procesowi utleniania (peroksydacja lipidów), a w cytoplazmie jest mała koncentracja enzymów neutralizujących RFT. Proces utleniania lipidów prowadzi do utraty integralności błony komórkowej i wzrostu jej przepuszczalności, inaktywacji enzymów komórkowych, strukturalnego uszkodzenia DNA oraz śmierci (apoptozy) komórki16. Konsekwencją jest zmniejszona liczebność plemników oraz zaburzenie ich czynności, spadek ruchliwości i nieprawidłowa morfologia17-20.
Ocenia się, że u około 25% niepłodnych mężczyzn występuje w nasieniu podwyższony poziom RFT21-23 i często obniżenie zdolności antyoksydacyjnych nasienia24-26. Ostatnio na podstawie metaanalizy dotychczasowych badań wykazano, że ilość RFT w nasieniu istotnie statystycznie koreluje ze współczynnikiem zapłodnień. Sugeruje to, że poziom RFT w nasieniu jest ważnym predyktorem powodzenia zapłodnienia27. W związku z powyższym zasadnym wydaje się podejmowanie prób wspomagania leczenia niepłodności męskiej suplementacją związkami wykazującymi zdolność neutralizowania RFT, czyli tzw. antyoksydantami23,28. Mechanizm szkodliwego działania RFT przedstawiony jest na rycinie 1.

Źródła RFT w nasieniuRycina 1: Źródła nadmiaru reaktywnych form tlenu (RFT) i jego niekorzystne działanie w męskim układzie płciowym.

Jednym z głównych komórkowych źródeł RFT w nasieniu są same plemniki29. Plemniki z tzw. przywieszką cytoplazmatyczną, świadczącą o ich niedojrzałości i obniżonym potencjale zapładniającym, wytwarzają większe ilości RFT niż plemniki o budowie prawidłowej30-32. Drugim źródłem RFT w nasieniu są leukocyty, które w warunkach fizjologicznych wytwarzają nawet do 1000 razy więcej RFT niż plemniki33,34. Taka wysoka produkcja RFT przez leukocyty odgrywa istotną rolę w mechanizmie obrony komórkowej w zakażeniach i stanach zapalnych. W takich przypadkach aktywowane leukocyty infiltrują zaatakowany narząd wydzielając duże ilości RFT, aby doprowadzić do eliminacji czynników infekcyjnych, ale przy niedostatecznej równowadze oksydantów i antyoksydantów mogą uszkadzać także własne komórki. Wzrost liczby leukocytów w nasieniu może być także wynikiem działania szkodliwych czynników środowiskowych, długiej abstynencji seksualnej czy żylaków powrózków nasiennych14,35.

System antyoksydacyjny w nasieniu
Ochronny system antyoksydacyjny w nasieniu składa się z czynników enzymatycznych, jak i nieenzymatycznych, które ściśle współdziałają z sobą w celu zapewnienia optymalnej ochrony przed RFT. Wydaje się, że niedobór każdego z nich może powodować obniżenie całkowitego potencjału antyoksydacyjnego.
Podstawowym antyoksydacyjnym systemem enzymatycznym w nasieniu jest tzw. triada enzymatyczna, do której zalicza się dysmutazy ponadtlenkowe, katalazę oraz peroksydazy glutationowe. Ważnym składnikiem budowy tych enzymów są mikroelementy, takie jak cynk, selen, miedź i mangan 36. Ich suplementacja przyczynia się do poprawy aktywności antyoksydacyjnego systemu enzymatycznego, zwłaszcza w przypadkach ich niedoboru, i poprzez to jakości nasienia.
Oprócz enzymów neutralizujących nadprodukcję RFT istotną rolę w antyoksydacyjnym systemie ochronnym odgrywają tzw. niskocząsteczkowe, nieenzymatyczne antyoksydanty, które wspomagają aktywność enzymów. Należą do nich między innymi glutation, kwas pantotenowy, witaminy A, E, C i z grupy B oraz mikroelementy, takie jak cynk, selen i miedź23,37. Ważnym mikroelementem wydaje się także chrom, który wchodzi w skład budowy wielu enzymów uczestniczących w gospodarce węglowodanowej. Jego suplementacja ogranicza odkładanie się tkanki tłuszczowej, a więc zapobiega otyłości, która prowadzi do inicjowania stanu zapalnego i stresu oksydacyjnego38 .

Nieenzymatyczne antyoksydanty
Karotenoidy to grupa organicznych związków chemicznych rozpuszczalnych w tłuszczach, które znajdują się głównie w żółtych, czerwonych, pomarańczowych i różowych barwnikach roślinnych. Są one prekursorami witaminy A (zbiorcza nazwa grupy retinoidów). W przewodzie pokarmowym powstaje z nich retinal, który następnie jest przekształcany do retinolu, najważniejszego składnika witaminy A. Karotenoidy należą do naturalnych przeciwutleniaczy, odpowiadają za integralność błon komórkowych, regulują proliferację komórek nabłonkowych, uczestniczą w regulacji spermatogenezy39. Ich niedobór w diecie może prowadzić do obniżenia parametrów nasienia 40.
Witamina E (tokoferol) jest organicznym związkiem chemicznym rozpuszczalnym w tłuszczach zlokalizowanym głównie w błonach komórkowych. Jej działanie antyoksydacyjne polega głównie na przerwaniu reakcji peroksydacji lipidów zapoczątkowanej przez RFT, a także na wychwytywaniu wolnych rodników hydroksylowych i nadtlenkowych. Tak więc witamina E głównie osłania składniki błony komórkowej plemników przed uszkodzeniem, a w mniejszym stopniu zmniejsza produkcję RFT. W badaniach in vitro wykazano, że witamina E przeciwdziała obniżeniu ruchliwości plemników, a ponadto poprawia ich zdolność do zapłodnienia w teście penetracji komórki jajowej chomika41. W badaniach in vivo, w terapii męskiej niepłodności suplementacja witaminą E okazała się skuteczna w przypadkach obniżenia liczby i ruchliwości plemników (oligoasthenozoospermii) spowodowanej stresem oksydacyjnym42,43. Jej podanie doustne znamiennie zwiększało ruchliwość plemników poprzez zmniejszenie produkcji plemnikowego dwualdehydu malonowego (MDA), który jest końcowym produktem peroksydacji lipidów, a tym samym pośrednim wskaźnikiem natężenia tego procesu w komórce44. Stwierdzono, że stężenie MDA w nasieniu jest dwukrotnie wyższe u mężczyzn z asthenozoospermią w porównaniu z mężczyznami z normozoospermią, a jego obniżenie dobrze koreluje z odsetkiem udanych prób uzyskania ciąż.
Jeszcze lepsze działanie witaminy E na ruchliwość plemników obserwowano przy jej łącznym podaniu z selenem43. Stwierdzono również, że sam selen przeciwdziała oksydacyjnemu uszkodzeniu DNA plemników. Selen jest niezbędnym mikroelementem dla prawidłowego rozwoju jąder, procesu spermatogenezy, ruchliwości i czynności plemników45. Brak selenu prowadzi do zaniku nabłonka plemnikotwórczego, zaburzeń spermatogenezy i dojrzewania plemników w najądrzach oraz zmniejszenia objętości jąder46. W nasieniu obserwuje się w takich stanach zwiększony odsetek plemników z nieprawidłową morfologią (głównie główki i wstawki) i gorszą ruchliwość plemników43. Nie tylko selen, ale także miedź i cynk są pierwiastkami śladowymi, które mają znaczenie dla prawidłowej czynności jąder m.in. spermatogenezy. Cynk jest składnikiem ponad 200 enzymów, które biorą udział w biosyntezie kwasów nukleinowych i białek oraz w podziałach komórkowych.Stężenia cynku, miedzi i selenu w plazmie nasienia korelują z jakością nasienia u mężczyzn 48-50. Witamina C (kwas askorbinowy) jest substancją rozpuszczalną w wodzie, której stężenie w plazmie nasienia jest ok. 10-krotnie wyższe niż w surowicy krwi. Witamina ta charakteryzuje się dużą siłą działania antyoksydacyjnego, a szczególnie chroni DNA plemników przed szkodliwym działaniem RFT51. Wykazano obniżone stężenie witaminy C w plazmie nasienia z asthenozoospermią i podwyższonym stężeniem RFT25 oraz zależną od dawki poprawę ruchliwości plemników, szczególnie u palaczy tytoniu52. Wydaje się, że suplementacja hydrofilną witaminą C i lipofilną witaminą E może działać synergistycznie korzystnie na plemniki redukując wpływ stresu oksydacyjnego53. Glutation jest najbardziej rozpowszechnionym i występującym w największej ilości tiolem wewnątrzkomórkowym (składnikiem zawierającym siarkę). Ma właściwości przeciwutleniające, które przejawiają się w odtwarzaniu w białkach grup tiolowych (-SH), które mogą być eliminowane podczas stresu oksydacyjnego. Glutation ponadto zabezpiecza błony komórkowe przed utlenianiem lipidów i przeciwdziała formowaniu wolnych form tlenu. Deficyt glutationu prowadzi do niestabilności wstawek plemników, co powoduje zaburzenie ich ruchliwości54.
Suplementacja glutationu u niepłodnych mężczyzn z jednostronnymi żylakami powrózków nasiennych lub zapaleniem w układzie moczowo-płciowym prowadziła do istotnej poprawy parametrów nasienia55. Prekursorem glutationu jest N-acetylocysteina, która także poprawia ruchliwość plemników i przeciwdziała oksydacyjnemu uszkodzeniu DNA plemników56. Czynnikiem podnoszącym poziom glutationu jest kwas pantotenowy, który dzięki temu także chroni tkanki przed stresem oksydacyjnym57.

Terapia antyoksydantami w idiopatycznej oligozoospermii
Idiopatyczna oligozoospermia (IO) to termin określający obniżoną liczebność plemników w nasieniu (<39 mln/ejakulat) o przyczynie, której nie można wykryć rutynowymi metodami diagnostycznymi. Często IO łączy się z pogorszeniem innych parametrów nasienia np. mniejszym odsetkiem ruchliwych plemników i plemników o prawidłowej morfologii. Zwykle pacjenci nie wykazują żadnych zaburzeń w badaniu przedmiotowym, a także w profilu hormonalnym. Stwierdzono, że przyczyną ok. 20% IO może być asymptomatyczna infekcja np. wirusem Herpes, Chlamydia trachomatis, Ureaplasma uralyticum. Przyczyną może być także polimorfizm receptora androgenowego61, estrogenowego62 czy też receptora LH63. Jednak wielu autorów podkreśla znaczenie czynników środowiskowych, takich jak zanieczyszczenie środowiska substancjami o działaniu estrogenopodobnym tzw. ksenoestrogenami. Ksenoestrogeny są substancjami o różnorodnej budowie chemicznej, innej niż naturalny estradiol, ale mające zdolność wiązania się z receptorami estrogenowymi i przez to częściowe naśladowanie ich działania m.in. antyandrogennego. Ich źródłem są pestycydy, rozpuszczalniki organiczne, detergenty, metale ciężkie, substancje stosowane do produkcji plastików (ftalany), niektóre kosmetyki, leki i wiele innych. Mają one szczególnie niekorzystne działanie na męski układ rozrodczy w okresie płodowym. Są przyczyną zaburzeń rozwoju męskiego układu płciowego, wnętrostwa, nowotworów jąder i niepłodności, głównie z powodu obniżenia zdolności do produkcji plemników. Oprócz chemicznych zanieczyszczeń środowiskowych męską płodność mogą obniżać czynniki związane ze stylem życia np. przewlekły stres, mała aktywność fizyczna, złe odżywianie, otyłość, stosowanie używek np. picie dużych ilości kawy, alkoholu, palenie papierosów11,64,65. We wszystkich tych sytuacjach stwierdzano podwyższenie stężenia RFT i obniżenie aktywności enzymatycznych i/lub nieenzymatycznych czynników antyoksydacyjnych.
Ze względu na to, że IO może być spowodowana wieloma czynnikami, których najczęściej nie można zidentyfikować dostępnymi metodami laboratoryjnymi, leczenie odbywa się często metodą „prób i błędów”. Eliminuje się w miarę możliwości szkodliwe czynniki środowiskowe i zaleca zmianę stylu życia. Ważne znaczenie ma w tej terapii stosowanie antyoksydantów, które pomagają w przywróceniu równowagi pomiędzy RFT i ochronnym systemem antyoksydacyjnym28.

Podsumowanie
W ciągu ostatnich 25 lat pojawiło się wiele prac doświadczalnych i klinicznych na temat patofizjologii stresu oksydacyjnego i jego wpływu na zaburzenia płodności u mężczyzn, ale także kobiet. Nie ma obecnie wątpliwości, że stres oksydacyjny uszkadza czynność plemników, powoduje uszkodzenia strukturalne ich DNA i przyśpiesza apoptozę, a konsekwencją tego jest niemożność uzyskania zapłodnienia lub brak rozwoju zarodka. W badaniach in vitro i in vivo udowodniono korzystny wpływ na plemniki, współczynnik ciąż oraz żywych urodzeń wielu czynników o działaniu antyoksydacyjnym. Tak więc, wydaje się w pełni zasadne zalecanie mężczyźnie i kobiecie starającym się o dziecko suplementacji diety preparatami o działaniu antyoksydacyjnym, a zwłaszcza w sytuacji, gdy do ciąży nie dochodzi w ciągu kilkunastu miesięcy starań.
Dzienne zapotrzebowanie na te składniki przedstawione jest w tabeli nr 266. W przypadku stresu oksydacyjnego dawki preparatów antyoksydacyjnych powinny być 2-3-krotnie wyższe niż zalecane dzienne spożycie i u mężczyzn stosowane co najmniej przez 3 miesiące, bowiem czas rozwoju plemnika ze spermatogonii wynosi 72±4 dni.

Autorki tekstu:
Jolanta Słowikowska-Hilczer (prof. dr hab. med.)
Renata Walczak-Jędrzejowska (dr n. med.)

Do pobrania broszura z całym artykułem: Broszura_antyoksydanty w diecie

 

Piśmiennictwo:
1. Hull M. G., Glazener C. M., Kelly N. J., [et al.] Population study of causes, treatment, and outcome of infertility. Br Med J (Clin Res Ed). 1985, 291, 1693-7.
2. Bablok L., Dziadecki W., Szymusik I., [et al.] Patterns of infertility in Poland – multicenter study. Neuro Endocrinol Lett. 2011, 32, 799-804.
3. Sanocka D. and Kurpisz M. Infertility in Poland–present status, reasons and prognosis as a reflection of Central and Eastern Europe problems with reproduction. Med Sci Monit. 2003, 9, SR16-20.
4. Irvine D. S. Epidemiology and aetiology of male infertility. Hum Reprod. 1998, 13 Suppl 1, 33-44.
5. Sharlip I. D., Jarow J. P., Belker A. M., [et al.] Best practice policies for male infertility. Fertil Steril. 2002, 77, 873-82.
6. Safarinejad M. R. Infertility among couples in a population-based study in Iran: prevalence and associated risk factors. Int J Androl. 2008, 31, 303-14.
7. WHO laboratory manual for the examination and processing of human semen. 5th edition, World Health Organization, Geneva, 2010.
8. Deng Y., Zhang W., Su D., [et al.] Some single nucleotide polymorphisms of MSY2 gene might contribute to susceptibility to spermatogenic impairment in idiopathic infertile men. Urology. 2008, 71, 878-82.
9. Lahdetie J. Occupation- and exposure-related studies on human sperm. J Occup Environ Med. 1995, 37, 922-30.
10. Thonneau P., Bujan L., Multigner L., [et al.] Occupational heat exposure and male fertility: a review. Hum Reprod. 1998, 13, 2122-5.
11. Slowikowska-Hilczer J. Xenobiotics with estrogen or antiandrogrn action – disruptors of the male reproductive system. CEJM. 2006, 3, 205-227.
12. Purvis K. and Christiansen E. Male infertility: current concepts. Ann Med. 1992, 24, 259-72.
13. De Celis R., Pedron-Nuevo N. and Feria-Velasco A. Toxicology of male reproduction in animals and humans. Arch Androl. 1996, 37, 201-18.
14. Agarwal A., Sharma R. K., Desai N. R., [et al.] Role of oxidative stress in pathogenesis of varicocele and infertility. Urology. 2009, 73, 461-9.
15. Tunc O., Bakos H. W. and Tremellen K. Impact of body mass index on seminal oxidative stress. Andrologia. 2011, 43, 121-8.
16. Halliwell B. Free radicals, antioxidants, and human disease: curiosity, cause, or consequence? Lancet. 1994, 344, 721-4.
17. Henkel R. and Schill W. B. Sperm separation in patients with urogenital infections. Andrologia. 1998, 30 Suppl 1, 91-7.
18. Sanocka-Maciejewska D., Ciupinska M. and Kurpisz M. Bacterial infection and semen quality. J Reprod Immunol. 2005, 67, 51-6.
19. Schuppe H. C., Meinhardt A., Allam J. P., [et al.] Chronic orchitis: a neglected cause of male infertility? Andrologia. 2008, 40, 84-91.
20. Cummins J. M., Jequier A. M. and Kan R. Molecular biology of human male infertility: links with aging, mitochondrial genetics, and oxidative stress? Mol Reprod Dev. 1994, 37, 345-62.
21. Zini A., San Gabriel M. and Baazeem A. Antioxidants and sperm DNA damage: a clinical perspective. J Assist Reprod Genet. 2009, 26, 427-32.
22. Aitken R. J., De Iuliis G. N., Finnie J. M., [et al.] Analysis of the relationships between oxidative stress, DNA damage and sperm vitality in a patient population: development of diagnostic criteria. Hum Reprod. 2010, 25, 2415-26.
23. Agarwal A., Nallella K. P., Allamaneni S. S., [et al.] Role of antioxidants in treatment of male infertility: an overview of the literature. Reprod Biomed Online. 2004, 8, 616-27.
24. Smith R., Vantman D., Ponce J., [et al.] Total antioxidant capacity of human seminal plasma. Hum Reprod. 1996, 11, 1655-60.
25. Lewis S. E., Sterling E. S., Young I. S., [et al.] Comparison of individual antioxidants of sperm and seminal plasma in fertile and infertile men. Fertil Steril. 1997, 67, 142-7.
26. Sanocka D., Miesel R., Jedrzejczak P., [et al.] Oxidative stress and male infertility. J Androl. 1996, 17, 449-54.
27. Agarwal A., Allamaneni S. S., Nallella K. P., [et al.] Correlation of reactive oxygen species levels with the fertilization rate after in vitro fertilization: a qualified meta-analysis. Fertil Steril. 2005, 84, 228-31.
28. Agarwal A. and Sekhon L. H. The role of antioxidant therapy in the treatment of male infertility. Hum Fertil (Camb). 2010, 13, 217-25.
29. Fisher H. M. and Aitken R. J. Comparative analysis of the ability of precursor germ cells and epididymal spermatozoa to generate reactive oxygen metabolites. J Exp Zool. 1997, 277, 390-400.
30. Gomez E., Buckingham D. W., Brindle J., [et al.] Development of an image analysis system to monitor the retention of residual cytoplasm by human spermatozoa: correlation with biochemical markers of the cytoplasmic space, oxidative stress, and sperm function. J Androl. 1996, 17, 276-87.
31. Aitken R. J., Fisher H. M., Fulton N., [et al.] Reactive oxygen species generation by human spermatozoa is induced by exogenous NADPH and inhibited by the flavoprotein inhibitors diphenylene iodonium and quinacrine. Mol Reprod Dev. 1997, 47, 468-82.
32. Aziz N., Saleh R. A., Sharma R. K., [et al.] Novel association between sperm reactive oxygen species production, sperm morphological defects, and the sperm deformity index. Fertil Steril. 2004, 81, 349-54.
33. de Lamirande E. and Gagnon C. Capacitation-associated production of superoxide anion by human spermatozoa. Free Radic Biol Med. 1995, 18, 487-95.
34. Plante M., de Lamirande E. and Gagnon C. Reactive oxygen species released by activated neutrophils, but not by deficient spermatozoa, are sufficient to affect normal sperm motility. Fertil Steril. 1994, 62, 387-93.
35. Fraczek M. and Kurpisz M. [The redox system in human semen and peroxidative damage of spermatozoa]. Postepy Hig Med Dosw (Online). 2005, 59, 523-34.
36. Peeker R., Abramsson L. and Marklund S. L. Superoxide dismutase isoenzymes in human seminal plasma and spermatozoa. Mol Hum Reprod. 1997, 3, 1061-6.
37. Wolski J. K. Rola mikroelementów i witamin w niepłodności męskiej. Przegl Urol. 2011, 4,
38. Park S., Park N. Y., Valacchi G., [et al.] Calorie restriction with a high-fat diet effectively attenuated inflammatory response and oxidative stress-related markers in obese tissues of the high diet fed rats. Mediators Inflamm. 2012, 2012, 984643.
39. Hogarth C. A. and Griswold M. D. The key role of vitamin A in spermatogenesis. J Clin Invest. 2010, 120, 956-62.
40. Kao S. H., Chao H. T., Chen H. W., [et al.] Increase of oxidative stress in human sperm with lower motility. Fertil Steril. 2008, 89, 1183-90.
41. de Lamirande E. and Gagnon C. Reactive oxygen species and human spermatozoa. I. Effects on the motility of intact spermatozoa and on sperm axonemes. J Androl. 1992, 13, 368-78.
42. Kessopoulou E., Powers H. J., Sharma K. K., [et al.] A double-blind randomized placebo cross-over controlled trial using the antioxidant vitamin E to treat reactive oxygen species associated male infertility. Fertil Steril. 1995, 64, 825-31.
43. Keskes-Ammar L., Feki-Chakroun N., Rebai T., [et al.] Sperm oxidative stress and the effect of an oral vitamin E and selenium supplement on semen quality in infertile men. Arch Androl. 2003, 49, 83-94.
44. Suleiman S. A., Ali M. E., Zaki Z. M., [et al.] Lipid peroxidation and human sperm motility: protective role of vitamin E. J Androl. 1996, 17, 530-7.
45. Boitani C. and Puglisi R. Selenium, a key element in spermatogenesis and male fertility. Adv Exp Med Biol. 2008, 636, 65-73.
46. Camejo M. I., Abdala L., Vivas-Acevedo G., [et al.] Selenium, copper and zinc in seminal plasma of men with varicocele, relationship with seminal parameters. Biol Trace Elem Res. 2011, 143, 1247-54.
47. Ursini F., Heim S., Kiess M., [et al.] Dual function of the selenoprotein PHGPx during sperm maturation. Science. 1999, 285, 1393-6.
48. Colagar A. H., Marzony E. T. and Chaichi M. J. Zinc levels in seminal plasma are associated with sperm quality in fertile and infertile men. Nutr Res. 2009, 29, 82-8.
49. Xu D. X., Shen H. M., Zhu Q. X., [et al.] The associations among semen quality, oxidative DNA damage in human spermatozoa and concentrations of cadmium, lead and selenium in seminal plasma. Mutat Res. 2003, 534, 155-63.
50. Mankad M., Sathawara N. G., Doshi H., [et al.] Seminal plasma zinc concentration and alpha-glucosidase activity with respect to semen quality. Biol Trace Elem Res. 2006, 110, 97-106.
51. Fraga C. G., Motchnik P. A., Shigenaga M. K., [et al.] Ascorbic acid protects against endogenous oxidative DNA damage in human sperm. Proc Natl Acad Sci U S A. 1991, 88, 11003-6.
52. Dawson E. B., Harris W. A., Teter M. C., [et al.] Effect of ascorbic acid supplementation on the sperm quality of smokers. Fertil Steril. 1992, 58, 1034-9.
53. Baker H. W., Brindle J., Irvine D. S., [et al.] Protective effect of antioxidants on the impairment of sperm motility by activated polymorphonuclear leukocytes. Fertil Steril. 1996, 65, 411-9.
54. Lenzi A., Picardo M., Gandini L., [et al.] Glutathione treatment of dyspermia: effect on the lipoperoxidation process. Hum Reprod. 1994, 9, 2044-50.
55. Irvine D. S. Glutathione as a treatment for male infertility. Rev Reprod. 1996, 1, 6-12.
56. Oeda T., Henkel R., Ohmori H., [et al.] Scavenging effect of N-acetyl-L-cysteine against reactive oxygen species in human semen: a possible therapeutic modality for male factor infertility? Andrologia. 1997, 29, 125-31.
57. Etensel B., Ozkisacik S., Ozkara E., [et al.] Dexpanthenol attenuates lipid peroxidation and testicular damage at experimental ischemia and reperfusion injury. Pediatr Surg Int. 2007, 23, 177-81.
58. Kapranos N., Petrakou E., Anastasiadou C., [et al.] Detection of herpes simplex virus, cytomegalovirus, and Epstein-Barr virus in the semen of men attending an infertility clinic. Fertil Steril. 2003, 79 Suppl 3, 1566-70.
59. Veznik Z., Pospisil L., Svecova D., [et al.] Chlamydiae in the ejaculate: their influence on the quality and morphology of sperm. Acta Obstet Gynecol Scand. 2004, 83, 656-60.
60. Gdoura R., Kchaou W., Znazen A., [et al.] Screening for bacterial pathogens in semen samples from infertile men with and without leukocytospermia. Andrologia. 2008, 40, 209-18.
61. Zitzmann M. The role of the CAG repeat androgen receptor polymorphism in andrology. Front Horm Res. 2009, 37, 52-61.
62. Safarinejad M. R., Shafiei N. and Safarinejad S. Association of polymorphisms in the estrogen receptors alpha, and beta (ESR1, ESR2) with the occurrence of male infertility and semen parameters. J Steroid Biochem Mol Biol. 2010, 122, 193-203.
63. Casarini L., Pignatti E. and Simoni M. Effects of polymorphisms in gonadotropin and gonadotropin receptor genes on reproductive function. Rev Endocr Metab Disord. 2011, 12, 303-21.
64. Carlsen E., Swan S. H., Petersen J. H., [et al.] Longitudinal changes in semen parameters in young Danish men from the Copenhagen area. Hum Reprod. 2005, 20, 942-9.
65. Skakkebaek N. E., Jorgensen N., Main K. M., [et al.] Is human fecundity declining? Int J Androl. 2006, 29, 2-11.
66. Dyrektywa Komisji Europejskiej 2008/100/WE z dnia 28 października 2008 r. Zmieniająca dyrektywę Rady 90/496/EWG w sprawie oznaczania wartości odżywczej środków
spożywczych w odniesieniu do zalecanego dziennego spożycia, współczynników przeliczeniowych energii oraz definicji. Dziennik Urzędowy Unii Europejskiej. 2008,


Komentarze (0)

Tags: , , , ,

Lepsze nasienie u ojców bliźniaków

Opublikowany w 23 stycznia 2013 przez eliza

Ciekawych informacji na temat ojców bliźniaków dostarczyło badanie duńskich naukowców opisane w 2007 roku. Otóż wykazali oni, że ojcowie bliźniaków mają lepsze parametry nasienia w porównaniu do ojców dzieci z ciąż pojedynczych. Ojcowie bliźniaków mieli o kilkanaście punktów procentowych wyższą ruchliwość plemników oraz o kilka punktów procentowych lepszą morfologię plemników. Także koncentracja plemników o tych mężczyzn była wyższa. Co ciekawe, dotyczyło to przede wszystkim ojców bliźniaków dwujajowych.
Wyniki te potwierdziły teorię, że uzyskiwanie ciąż bliźniaczych jest miernikiem płodności, co dodatkowo jest także wspierane przez wyniki innych badań pokazujące, że odsetek ciąż bliźniaczych u mężczyzn z obniżonym potencjałem płodności jest także obniżony.

Na podstawie: Hum Reprod. 2007 Mar;22(3):751-5. Epub 2006 Nov 29. Twin pregnancy possibly associated with high semen quality. Asklund C, Jensen TK, Jørgensen N, Tabor A, Sperling L, Skakkebaek NE.

Komentarze (0)

Tags: ,

Mitochondrialne DNA tylko od matki

Opublikowany w 15 stycznia 2013 przez eliza

Zarówno plemniki jak i komórka jajowa zawierają w swej komórce mitochondria, a w nich mitochondrialny, kolisty materiał genetyczny, czyli tzw. mitochondrialne DNA (mtDNA). W momencie zapłodnienia w plemniku znajduje się około 100 kopii mtDNA natomiast w komórce jajowej około 100 tysięcy takich kopii. Plemnikowe mtDNA  posiada przyłączone (jeszcze w trakcie pobytu plemników w jądrze) białko ubikwitynę, która „naznacza” plemnikowe mtDNA do zniszczenia, przez co jest ono podatne na mutację i w efekcie nie udaje mu się przetrwać w rozwijającym się zarodku. Z tego względu, każdy organizm zawiera w swoich komórkach jedynie mtDNA odziedziczone po matce.

Komentarze (0)

Tags: ,

Reakcja akrosomalna plemników

Opublikowany w 04 kwietnia 2012 przez eliza

Reakcja akrosomalna jest to proces zachodzący w momencie bezpośredniego zetknięcia plemnika z komórką jajową, co zwykle ma miejsce w rozszerzeniu jajowodu zwanym bańką. Proces ten pozwala na wniknięcie plemnika do komórki jajowej i jej zapłodnienie. Reakcja akrosomalna jest indukowana przez białko (glikoproteinę) zawartą w osłonce przejrzystej komórki jajowej, która działa jako ligand dla receptorów znajdujących się na główce plemnika. Chociaż najistotniejszym elementem w indukcji reakcji akrosomalnej jest wiązanie ligandu z receptorem udowodniono, że zachodzeniu tego procesu towarzyszy wiele czynników dodatkowych (tzw. ko-faktorów) m.in. progesteron. W czasie reakcji akrosomalnej plemnik uwalnia z akrosomu liczne enzymy pozwalające na przejście przez wieniec komórek otaczających komórkę jajową (tzw. wieniec promienisty) i osłonkę przejrzystą tej komórki. Do enzymów tych zaliczamy hialurnodazę, akrozynę, fosfatazy kwaśne, β-N-acetyloglukozaminidazę, fosfolipazy, kolagenazy, neuraminidazy, esterazy.

Akrosom jest to specyficzny region na szczycie główki plemnika, widoczny w mikroskopie świetlnym jako przejaśnienie na główce. Jest to właściwie pęcherzyk, wypełniony substancjami umożliwiającymi poszczególne etapy zapłodnienia. Powinien on zajmować nie mniej niż 40% powierzchni główki plemnika (obserwowanej w mikroskopie), ale nie więcej niż 70%. Przy ocenie morfologii plemników ocenia się między innymi czy akrosom występuje i czy jest prawidłowej wielkości, czy nie ma w nim zbyt wielu wakuol. Tylko plemniki z prawidłowym akrosomem mogą być sklasyfikowane jako prawidłowe morfologicznie.

Reakcja akrosomalna i zapłodnienie w warunkach fizjologicznych musi być poprzedzona procesem kapacytacji plemników, w tym ich hiperaktywacją, która objawia się m.in. znaczącym zwiększeniem szybkości ruchu i amplitudy wychyleń bocznych witki plemnika. Tylko plemniki, które przeszły kapacytację są zdolne do reakcji akrosomalnej.

Po tym jak plemnik wniknie do komórki jajowej zachodzi w niej tzw. reakcja korowa (zmiana w błonie komórkowej), która uniemożliwia wnikanie kolejnym plemnikom, a tym samym zapobiega powstaniu zygoty triploidalnej (lub poliploidalnej).

Zdarza się także występowania tzw. spontanicznej reakcji akrosomalnej, do której dochodzi pomimo, że plemnik nie zetknął się z komórką jajową. Plemnik, który uległ spontanicznej reakcji akrosomalnej w oddaleniu od komórki jajowej nie jest już zdolny do jej zapłodnienia.

W praktyce klinicznej leczenia niepłodności wykazano, że w wielu przypadkach niepłodności, przyczyną problemów z zapłodnieniem była właśnie niezdolność plemników do prawidłowego przejścia reakcji akrosomalnej. Dlatego ocena reakcji akrosomalnej plemników danego pacjenta może wnieść istotne informacje do diagnostyki niepłodności, oceny potencjału płodności oraz ułatwić wybór właściwej metody wspomaganego rozrodu. Istnieją specjalne testy, które przy pomocy różnych metod pozwalają na ocenę reakcji akrosomalnej, jednak z reguły nie są one wykonywane rutynowo.

Komentarze (0)

Tags: , ,

Plemniki „stworzone” z innych komórek

Opublikowany w 14 stycznia 2012 przez eliza

Naukowcom z Japonii udało się dokonać znaczącego przełomu i stworzyć komórki podobne do primordialnych komórek płciowych, czyli najbardziej pierwotnej formy komórek płciowych, z których w życiu płodowym mogą powstać zarówno komórki płciowe żeńskie jak i męskie. Do stworzenia tych komórek użyto zarówno komórek macierzystych zarodkowych jak i primordialnych (takich które mają zdolność do zróżnicowania się we wszystkie typy komórek poza płciowymi). Proces rozwoju strukturalnego, dynamika ekspresji genów i profil transkrypcyjny, który zaobserwowano przy powstawaniu tych komórek w warunkach eksperymentalnych in vitro (poza organizmem) wydaje się bardzo podobny  do tego który przebiega naturalnie w organizmie (in vivo).

Co ciekawe, udało się udowodnić, że uzyskane w ten sposób komórki są funkcjonalne i mogą dać początek procesom doprowadzającym do ich przekształcenia w funkcjonalne plemniki! Na początek komórki wszczepiono do jąder myszy (które były pozbawione swoich własnych komórek rozrodczych). Okazało się, że w u połowy zwierząt proces produkcji plemników (spermatogeneza) została dzięki temu zainicjowana i przebiegała prawidłowo w wyniku czego powstawały plemniki o prawidłowej morfologii. Co więcej, gdy te plemniki zostały użyte do ICSI (procedura docytoplazmatycznego wstrzyknięcia plemnika do komórki jajowej, rutynowo wykonywana także u ludzi jako metoda wspomagania rozrodu) udało się uzyskać prawidłowe zarodki, a po ich podaniu matkom zastępczym, urodziło się zdrowe potomstwo. Bardzo obiecujący jest też fakt, że to potomstwo było płodne gdy osiągnęło dojrzałość płciową. Co prawda opisany eksperyment wykonano na myszach, jednak wzbudził on duże nadzieje co do możliwości rozwinięcia tej techniki także u innych gatunków w tym ludzi. Potencjalnie, pod warunkiem, że udałoby się przezwyciężyć wiele innych problemów, dawałoby to szansę na posiadanie biologicznego potomstwa niektórym mężczyznom, którzy nie mają zdolności produkcji własnych plemników.

 

Hayashi, K. et al. Reconstitution of the mouse germ cell specification pathway in culture by pluripotent stem cells. Cell 146, 519–532 (2011)

Komentarze (0)

spermotydy

Tags: ,

Produkcja plemników – spermatogeneza

Opublikowany w 19 września 2011 przez blimusiek

Produkcja plemników zachodzi w jądrze i znana jest jako spermatogeneza. W skrócie polega ona na tworzeniu dojrzałych gamet męskich (plemników) z macierzystych komórek płciowych czyli spermatogonii. Przodkami spermatogonii są tzw. gonocyty, czyli pierwotne komórki płciowe. Spermatogonia ulegają podziałom i przekształceniom w spermatocyty, które podlegają podziałowi mejotycznemu (mejozie) i tworzą spermatydy. Dopiero spermatydy ulegają różnicowaniu i przekształcaniu w plemniki. Ponieważ to właśnie mejoza jest kluczowym procesem w produkcji plemników, warunkującym redukcję liczby chromosomów w jądrze komórkowym niezbędną do powstania funkcjonalnej, haploidalnej komórki rozrodczej, wszystkie komórki płciowe można podzielić na trzy typy, a spermatogenezę na trzy etapy: przedmejotyczny, mejotyczny i pomejotyczny. Do komórek przedmejotycznych zalicza się spermatogonie. Komórki mejotyczne to spermatocyty. Natomiast do komórek pomejotycznych zaliczamy spermatydy i plemniki.

Końcowy etap spermatogenezy, czyli bezpodziałowe przekształcanie spermatyd w plemniki nosi nazwę spermiogenezy. W tym procesie wyróżnia się 4 fazy prowadzące do formowania akrosomu, formowania witki, kondensacji chromatyny plemnikowej oraz reorganizacji organelli i cytoplazmy. Etapy spermiogenezy noszą następujące nazwy: faza Golgiego, faza czapeczki oraz wczesna i późna faza akrosomu.

Wymienione komórki (zwane ogólnie komórkami płciowymi) znajdują się w kanalikach plemnikotwórczych w jądrach. Poza komórkami płciowymi w kanalikach znajdują się także komórki Sertoliego, których rolą jest „opieka” nad komórkami płciowymi. Tak więc do zadań komórek Sertoliego należy odżywianie komórek płciowych i zapewnianie im właściwego środowiska rozwoju, tworzenie bariery krew-jądro (izolującej postmejotyczne komórki płciowe od środowiska organizmu w celu ich ochrony przed układem immunologicznym i ewentualnymi czynnikami mutagennymi), biosynteza hormonów (hormonu antymüllerowskiego, estradiolu, inhibiny, aktywiny), sekrecja białek czynnościowych (np. białka wiążącego androgeny), uwalnianie plemników do światła kanalika warunkowane przez syntetyzowane substancje proteolityczne, fagocytowanie ulegających apoptozie lub degeneracji komórek płciowych, przekazywanie sygnałów na poziomie komórkowym (np. produkcja czynnika GDNF regulującego samoodnowę spermatogonii) oraz pobudzanie spermatogenezy przez odpowiadanie na stymulację FSH zwiększeniem liczby receptorów dla testosteronu. Komórki płciowe oraz komórki Sertoliego znajdujące się wewnątrz kanalika plemnikotwórczego tworzą razem tzw. nabłonek plemnikotwórczy.

Ulokowanie komórek płciowych w nabłonku plemnikotwórczym nie jest przypadkowe. Blisko obwodu kanalika znajdują się komórki najmniej zróżnicowane (czyli spermatogonia), w następnej kolejności od obwodu w stronę środka kanalika ulokowane są spermatocyty (im w dalszym stadium podziału mejotycznego znajdują się spermatocyty tym bliżej środka kanalika można je zaobserwować), a potem spermatydy. Plemniki znajdują się najbliżej środka kanalika. Natomiast cytoplazma komórek Sertoliego rozmieszczona jest wewnątrz całego kanalika i otacza ułożone w nim komórki płciowe. Wnętrze/środek kanalika stanowi przestrzeń zwana światłem kanalika plemnikotwórczego, do której uwalniane są plemniki, które następnie przemieszczają się do kanalików zbiorczych, sieci jądra i dalej do przewodu najądrza.

ludzkie kanaliki plemnikotwórcze u dorosłego mężczyzny w pełni rozwiniętą spermatogenezą

Zdjęcia przedstawiają ludzkie kanaliki plemnikotwórcze u dorosłego mężczyzny w pełni rozwiniętą spermatogenezą. W nabłonku plemnikotwórczym widać komórki płciowe, jądra komórek Sertoliego. Najbliżej środka kanalika znajdują się plemniki (widoczne są ich główki ze zwartą chromatyną).

Pełen cykl spermatogenezy u człowieka trwa około 72-74 dni.

Plemniki uwolnione z jądra nie są jeszcze w pełni funkcjonalne. Aby uzyskać pełną dojrzałość i sprawność plemniki muszą przebywać w najądrzu. W trakcie tego pobytu dokonują się zmiany w ich metabolizmie, w budowie błony komórkowej, dalsza kondensacja jądra komórkowego, a także nabywanie przez nie zdolności ruchu. Okres przebywania plemników w najądrzu nie jest stały i wynosi od kilku do kilkunastu dni (2-12 dni). Przewód najądrza jest pojedynczy, kręty i ma długość kilku metrów. Plemniki są w nim przesuwane dzięki jego perystaltyce, która powoduje także przejście plemników z najądrza do nasieniowodu w pierwszej fazie wytrysku. Jeśli wytrysk nie następuje przez dłuższy czas gromadzące się plemniki ulegają lizie i fagocytozie lub też są spontanicznie przemieszczane do dalszych odcinków układu płciowego i usuwane przez cewkę moczową.

Ejakulat czyli nasienie poza plemnikami zawiera także wydzieliny męskich gruczołów płciowych (głównie prostaty i pęcherzyków nasiennych). Wydzieliny te są w czasie wytrysku mieszane z płynem zawierającym plemniki pochodzącym z najądrzy i tworzą wraz z nim płyn nasienny (plazmę nasienia). Składniki zawarte w wydzielinach prostaty i pęcherzyków nasiennych są niezbędne do pełnienia przez plemniki ich funkcji. Wśród ważnych substancji pochodzących z tych gruczołów można wymienić np. fruktozę (materiał energetyczny dla plemników, warunkujący ich migrację w drogach rodnych kobiety), seminogelinę (odpowiadającą za koagulację), proteinazy (odpowiadające za upłynnianie nasienia), laktoferynę (maskującą antygeny powierzchniowe plemników) i czynniki immunosupresyjne.

W nasieniu można zaobserwować także niektóre komórki płciowe np. spermatydy, które w niewielkiej ilości mogą być uwalniane z nabłonka plemnikotwórczego. Wraz z leukocytami stanowią one grupę tzw. komórek okrągłych.

spermotydy

Zdjęcia: Spermatydy oraz plemniki widoczne w po wybarwieniu w preparacie utrwalonym w powiększeniu 1000x. Spermatydy w odróżnieniu od leukocytów mają wyraźne, okrągłe jądra komórkowe.

Opracowanie: Eliza Filipiak (dr n. med.), Katarzyna Marchlewska (dr n. med.)

2 komentarze

Tags: , ,

Teratozoospermia – plemniki o nieprawidłowej budowie

Opublikowany w 19 września 2011 przez blimusiek

Teratozoospermia to termin oznaczający zbyt niską liczbę plemników o prawidłowej budowie (morfologii). Wg najnowszych rekomendacji WHO morfologia plemników, (odsetek plemników o prawidłowej budowie) powinna wynosić 4% (wcześniejsza, już nieobowiązująca rekomendacja WHO wyznaczała poziom morfologii plemników wynoszący 14%).

Plemnik „idealny”

Za plemniki o nieprawidłowej budowie uznaje się takie, które mają nieprawidłowości w obrębie główki, wstawki lub witki. Dany plemnik może mieć tylko jedno albo kilka defektów jednocześnie. Aby był zaliczony do grupy o nieprawidłowej morfologii wystarczy choćby jeden defekt.

Do nieprawidłowości główki zaliczamy:

  • niewyraźny kontur;
  • inny niż owalny kształt (np. główka okrągła, podłużna i zwężona, gruszkowata, trójkątna, bezkształtna);
  • główka zbyt mała lub zbyt duża (prawidłowa długość: 4-5 ?m);
  • niewyraźnie wyodrębniony, zbyt duży lub zbyt mały akrosom (zajmujący więcej niż 70% lub mniej niż 40% powierzchni główki plemnika);
  • więcej niż 2 wakuole w obszarze akrosomalnym;
  • powierzchnia wakuol większa niż 20% powierzchni główki plemnika;
  • jakiekolwiek wakuole w obszarze postakrosomalnym;
  • podwójna lub potrójna główka.

Do nieprawidłowości wstawki zaliczamy:

  • zbyt grubą lub zbyt cienką wstawkę (wstawka powinna być wyraźnie grubsza niż witka);
  • zbyt długą lub zbyt krótką wstawkę (jej długość powinna w przybliżeniu być równa długość główki);
  • zawieszki cytoplazmatyczne o powierzchni przekraczającej 1/3 powierzchni główki;
  • wstawka przyczepiona do główki nie w jej osi;
  • wstawka z ostrym załamaniem.

Do nieprawidłowości witki zaliczamy:

  • zbyt długa lub zbyt krótka witka (jej długość powinna w przybliżeniu być równa 10 długościom główki);
  • zmienna grubość;
  • ostre załamania na którymkolwiek jej odcinku (wygięcia są dopuszczalne o ile nie wskazują na złamanie witki);
  • spiralne ułożenie;
  • podwójna witka.

W nasieniu zwykle występują plemniki o różnych nieprawidłowościach w budowie. Jeśli jakiś konkretny defekt jest częstszy niż inne, może to wskazywać na konkretne zaburzenie, dlatego taka obserwacja powinna być odnotowana na wyniku badania nasienia. Na przykład, obecność plemników ze spiralnie zwiniętą witką może wskazywać na zaburzenia w czynności najądrzy, obecność zbyt dużych zawieszek cytoplazmatycznych może wskazywać na nieprawidłowości w procesie spermatogenezy, natomiast przewaga plemników o charakterystycznych okrągłych główkach (globozoospermia) może wskazywać na zaburzenia genetyczne.

Ciekawa może być odpowiedź na pytanie, w jaki sposób wyznaczono wyżej opisane zasady, pozwalające na zaklasyfikowanie danego plemnika jako prawidłowego lub nieprawidłowego. Czy powyższe cechy budowy zostały wybrane uznaniowo, czy ich wybór ma jakieś naukowe podstawy?

Otóż wypracowanie powyższych zasad i tym samym ustalenie sposobu, w jaki powinien wyglądać „idealny plemnik” było możliwe dzięki licznym testom i badaniom. Badano np. jakie plemniki są znajdywane w kobiecych drogach rodnych, szczególnie w śluzie wewnątrzszyjkowym po stosunku płciowym oraz jakie plemniki są obecne na powierzchni osłonki przejrzystej komórki jajowej. Tym plemnikom, które zdołają się tam znaleźć przypisuje się większe możliwości zapłodnienia komórki jajowej, dlatego na podstawie ich cech budowy wypracowano model „ideału plemnika”.

Ile dobrych plemników?

Ilość plemników o prawidłowej morfologii zarówno u mężczyzn płodnych, jak i niepłodnych, waha się od 0 do 30% i rzadko kiedy przekracza 25% form prawidłowych. Nie zdarzają się mężczyźni, którzy mają 100% plemników o prawidłowej budowie lub choćby zbliżają się do takiego wyniku! Ponieważ wspomniane odsetki plemników prawidłowych w nasieniu są same w sobie dość niskie to wartości referencyjne i progowe wystarczające dla poczęcia drogą naturalną i zapewniające skuteczność w metodach wspomaganego rozrodu są także stosunkowo niskie i wg obecnie obowiązującej rekomendacji WHO wynoszą 4% plemników o prawidłowej morfologii. Powodem tej sytuacji jest między innymi to, że produkcja plemników jest procesem masowym, bardziej stawiającym na „ilość” niż „jakość”. Przy produkcji rzędu milionów plemników dziennie wystarczy, aby kilka procent z nich miało poprawną budowę , co i tak daje już bardzo znaczącą liczbę prawidłowych plemników.

Wpływ morfologii plemników na ich potencjał do zapłodnienia naturalnego i przy pomocy procedur rozrodu wspomaganego jest szeroko dyskutowany i można spotkać przeciwne opinie na ten temat. Badania dowodzą, że przy niskiej morfologii plemników (<4% form prawidłowych) zmniejszone jest prawdopodobieństwo naturalnego uzyskania ciąży 1. Podobnie jest przy wykorzystaniu nasienia pacjentów z teratozoospermią w procedurze klasycznego in vitro (IVF), w której słaba morfologia plemników koreluje z mniejszymi szansami na uzyskanie ciąży 2, 3. Natomiast jeśli chodzi o szanse na uzyskanie ciąży od ojców z teratozoospermią w procedurze ICSI (docytoplazmatycznego podania plemnika) to wydaje się, że słaba morfologia plemników nie jest czynnikiem prognostycznym co do szans powodzenia tej procedury (skutecznego zapłodnienia, kształtowania blastocysty i odsetka ciąż klinicznych) i wydaje się nie mieć wpływu na jej skuteczność 4, 5. Z drugiej strony przyżyciowa selekcja plemników o prawidłowej budowie do zabiegu ICSI przynosi lepsze efekty niż tradycyjne ICSI, w którym nie ma możliwości precyzyjnej oceny cech morfologicznych plemnika 6, 7. Metoda ta nazywana jest IMSI (ang. intracytoplasmic morphologically selected sperm injection), czyli docytoplazmatyczne podanie plemnika wyselekcjonowanego pod względem prawidłowej morfologii. Dzięki zastosowaniu takich metod komórki jajowe zapładnia się plemnikami, które nie tylko wykazują ruch, ale których cechy budowy można dość precyzyjnie ocenić i dzięki temu wybrać najlepsze plemniki. Metody te są stosowane w praktyce klinicznej (także w Polsce), aby zwiększyć skuteczność metod wspomaganego rozrodu.

Szczegóły techniczne w ocenie budowy plemników

Ocena morfologii plemników i wymienionych powyżej cech ich budowy jest możliwa jedynie w powiększeniu mikroskopu 1000x (czyli pod tzw. immersją). W mniejszych powiększeniach nie można dostrzec wszystkich cech budowy pozwalających na stwierdzenie, czy plemnik jest zbudowany poprawnie, czy też nie, chociaż niektóre, bardziej znaczące nieprawidłowości budowy można zaobserwować czasem przy powiększeniu 400x.

Przygotowanie preparatu, na którym można będzie ocenić morfologię plemników składa się z dwóch głównych etapów: 1) wykonania tzw. rozmazu na szkiełku mikroskopowym i 2) wysuszenia, utrwalenia i zabarwienia preparatu. WHO zaleca, aby stosować jedną z 3 metod barwienia preparatów do oceny morfologii (barwienie Papanicolaou, Shorr’a lub Diff-Quik) choć często stosowane są także uproszczone wersje tych barwień lub inne metody. Opisana wyżej metoda przyżyciowej oceny morfologii plemników stosowana przy zabiegach IMSI nie jest rutynowo stosowana do wykonania badania nasienia, ponieważ w tym badaniu przeżycie plemników nie jest warunkiem niezbędnym.

 

Opracowanie: Eliza Filipiak (dr n. med.), Katarzyna Marchlewska (dr n. med.), Jolanta Słowikowska-Hilczer (prof. dr hab. med.)

  1. Cooper TG, Noonan E, von Eckardstein S, Auger J, Baker HW, et al. World Health Organization reference values for human semen characteristics. Hum Reprod Update 2009; 16: 231-45.
  2. Kruger TF, Menkveld R, Stander FS, Lombard CJ, Van der Merwe JP, et al. Sperm morphologic features as a prognostic factor in in vitro fertilization. Fertil Steril 1986; 46: 1118-23.
  3. Kruger TF, Acosta AA, Simmons KF, Swanson RJ, Matta JF, et al. Predictive value of abnormal sperm morphology in in vitro fertilization. Fertil Steril 1988; 49: 112-7.
  4. Oehninger S, Kruger TF, Simon T, Jones D, Mayer J, et al. A comparative analysis of embryo implantation potential in patients with severe teratozoospermia undergoing in-vitro fertilization with a high insemination concentration or intracytoplasmic sperm injection. Hum Reprod 1996; 11: 1086-9.
  5. French DB, Sabanegh ES, Jr., Goldfarb J, Desai N. Does severe teratozoospermia affect blastocyst formation, live birth rate, and other clinical outcome parameters in ICSI cycles? Fertil Steril 2010; 93: 1097-103.
  6. Berkovitz A, Eltes F, Yaari S, Katz N, Barr I, et al. The morphological normalcy of the sperm nucleus and pregnancy rate of intracytoplasmic injection with morphologically selected sperm. Hum Reprod 2005; 20: 185-90.
  7. Bartoov B, Berkovitz A, Eltes F, Kogosovsky A, Yagoda A, et al. Pregnancy rates are higher with intracytoplasmic morphologically selected sperm injection than with conventional intracytoplasmic injection. Fertil Steril 2003; 80: 1413-9.

50 komentarzy

<!--:pl-->Morfologiczna ocena plemnika przed ICSI – czyli IMSI-MSOME<!--:-->

Tags: , , , ,

Morfologiczna ocena plemnika przed ICSI – czyli IMSI-MSOME

Opublikowany w 16 stycznia 2012 przez eliza

IMSI-MSOME to technologia optyczno-cyfrowa wykonywana przy użyciu specjalistycznych mikroskopów wysokiej klasy, dzięki której można szczegółowo zaobserwować wiele detali budowy plemnika, zwłaszcza jego główki, a w tym jądra komórkowego i dzięki temu użyć „najlepszego” plemnika do procedury ICSI – docytoplazmatycznego wstrzyknięcia plemnika. Szczegółowe badanie morfologiczne plemników w czasie rzeczywistym, przy powiększeniu optyczno-cyfrowym od 6000 do 12000 razy (MSOME – ang.: Motile sperm organelle morphology examination) daje możliwość wyselekcjonowania najlepszych i najbardziej prawidłowych plemników do wstrzyknięcia do komórki jajowej. Zabieg ten, zwany IMSI, pozwala na uzyskanie większego odsetka implantacji, ciąż klinicznych, a jednocześnie zmniejszenie odsetka wczesnych, samoistnych poronień.

Analiza morfologiczna plemników stanowi ważną cześć działań diagnostycznych niepłodności męskiej. Wiele badań wskazuje na istnienie zależności między nieprawidłową budową plemników a wynikami zabiegu docytoplazmatycznej iniekcji plemników (ICSI). Wydaje się, że odsetek ciąż po zabiegu ICSI zależy od wyglądu plemnika wprowadzonego do komórki jajowej. Badania naukowe dowiodły, że wykorzystanie techniki takiej jak IMSI (ang.: intracytoplasmatic morphology-selected sperm injection) zwiększa skuteczność procedury docytoplazmatycznego wstrzyknięcia plemnika u par, u których wcześniej notowano niepowodzenia [1].

Podkreślany jest także fakt, że to właściwa struktura jądra komórkowego plemnika jest decydująca przy wyborze plemników wstrzykiwanych do komórki jajowej i procedury w których wybrano plemniki z jądrem o prawidłowym wyglądzie prowadziły do zwiększenia odsetka prawidłowych implantacji zarodka, ciąż oraz zmniejszenia odsetka poronień w porównaniu z procedurami, w których wykorzystywano plemniki nieprawidłową strukturą jądra komórkowego [2].

Opisana procedura IMSI-MSOME jest dostępna także w niektórych klinikach leczenia niepłodności w Polsce i jest szczególnie polecana dla par, w których znaczenie ma czynnik męski i u których notowano wcześniejsze niepowodzenia przy zastosowaniu tradycyjnego ICSI.

Gdzie wykonać IMSI-MSOME: link

 

1.             Bartoov, B., et al., Pregnancy rates are higher with intracytoplasmic morphologically selected sperm injection than with conventional intracytoplasmic injection. Fertil Steril, 2003. 80(6): p. 1413-9.

2.             Berkovitz, A., et al., The morphological normalcy of the sperm nucleus and pregnancy rate of intracytoplasmic injection with morphologically selected sperm. Hum Reprod, 2005. 20(1): p. 185-90.

 

 

Komentarze (1)

Próbki z nasieniem

Tags: , ,

Azoospermia, czyli brak plemników

Opublikowany w 19 września 2011 przez blimusiek

Termin azoospermia oznacza całkowity brak plemników w ejakulacie (w nasieniu). Stwierdza się go na podstawie badania ogólnego nasienia (seminogramu). Na początku badania nasienia ocenia się preparat bezpośredni (kropla nasienia naniesiona na szkiełko mikroskopowe i  oglądana pod powiększeniem 200-400x) i jeśli nie stwierdza się w nim plemników nasienie odwirowuje się w wirówce. Postępuje się tak, gdyż wirowanie powoduje zgromadzenie plemników (a także innych komórek znajdujących się w nasieniu np. leukocytów, młodszych komórek spermatogenezy) w osadzie, a przez to ich zagęszczenie. Jeśli w nasieniu jest bardzo mało plemników, to można ich nie zauważyć w preparacie bezpośrednim, ale w osadzie powinny być łatwiej dostrzeżone. Jeśli również w osadzie nie stwierdza się obecności plemników, to można podejrzewać azoospermię. Jeśli natomiast w osadzie obserwuje się plemniki (których nie było widać w preparacie bezpośrednim) to mówimy o kryptozoospermii.

W ocenie makroskopowej nasienia można podejrzewać azoospermię lub ciężką oligozoospermię, jeśli próbka nasienia jest przezroczysta. Jednak w celu potwierdzenia tego podejrzenia niezbędna jest analiza mikroskopowa.

Próbki z nasieniem

Zdjęcie przedstawia dwie probówki zawierające nasienie. Nasienie w probówce po lewej stronie jest przezroczyste i pochodzi od pacjenta z azoospermią. Nasienie w probówce po prawej stronie pochodzi od pacjenta z prawidłową liczebnością plemników.

Po stwierdzeniu takiego wyniku trzeba najpierw rozważyć, czy nasienie do badania zostało prawidłowo oddane, a w szczególności czy zostało oddane w całości. Podobne kroki należy podjąć także wtedy, gdy wynik badania ogólnego wskazuje na oligozoospermię. Ponieważ plemniki są nierównomiernie rozmieszczone w całej objętości ejakulatu, przy braku części ejakulatu może się zdarzyć, że do analizy zostanie oddana część nie zawierająca plemników. Poza tym, uzyskując taki wynik, badanie należy bezwzględnie powtórzyć, aby ostatecznie potwierdzić wynik.

Jeśli wynik potwierdzający azoospermię jest pewny, należy skonsultować się z lekarzem w celu ustalenia przyczyn takiego stanu. Generalnie przyczyny mogą mieć dwojaki charakter:

  • jądrowy (brak lub bardzo niska produkcja plemników w jądrach). Przyczyną braku plemników mogą być: zaburzenia hormonalne (nadmiar estrogenów, androgenów, prolaktyny, czy też niedobór gonadotropin i GnRH), uszkodzenie kanalików plemnikotwórczych po zapaleniu, napromieniowaniu, niektórych lekach (np. przeciwnowotworowych), nowotwory jąder, zaburzenia rozwoju jąder spowodowane zaburzeniami genetycznymi (z. Klinefeltera, mutacje odcinka AZF chromosomu Y) lub czynnikami środowiskowymi, które uszkadzają jądra w okresie płodowym (np. ksenoestrogeny – substancje o działaniu estrogenopodobnym).
  • pozajądrowy (niedrożność dróg wyprowadzających nasienie). Niedrożność dróg wyprowadzających ma zwykle miejsce w najądrzu lub nasieniowodzie. Może być ona nabyta np. po zapaleniu lub urazie, a także wrodzona.

Przyczyną azoopermii (oraz oligozoospermii) są często zaburzenia genetyczne np. mutacje w receptorach androgenowych, mutacje lub mikrodelecje w regionie AZF długiego ramienia chromosomu Y, mutacja genu CFTR (gen na chromosomie 7 odpowiedzialny za nosicielstwo mukowiscydozy, związany także z wrodzonymi zaburzeniami w budowie nasieniowodów), czy zaburzenia kariotypu (Zespół Klinefelter’a, Zespół Kallman’a, Zespół Pradera-Willego). Przyczyną mogą być także choroby podwzgórza i przysadki prowadzące do niedoborów produkcji gonadotropin (LH i FSH) oraz gonadoliberyny (GnRH).

Diagnostyka w przypadku azoospermii (poza badaniem ogólnym nasienia oraz diagnostyką genetyczną) rozpoczyna się od wywiadu oraz badania przedmiotowego. Metodami diagnostycznymi wdrażanymi na tym etapie są badania hormonalne, a także USG jąder oraz biopsja jąder. Biopsja jądra polegająca na pobraniu tkanki z jądra metodą operacyjną (wycinek wielkości ziarnka ryżu) lub poprzez nakłucie igłą i ocenie wycinka pod mikroskopem. W specjalnie przygotowanym preparacie mikroskopowym można zobaczyć, czy w jądrze dochodzi do produkcji plemników, czy też produkcja ta jest zatrzymana i na jakim etapie. Istnieje też możliwość, że w jądrze nie ma w ogóle komórek płciowych (prekursorów plemników) – mamy wtedy do czynienia z tzw. zespołem samych komórek Sertoliego, który świadczy o bezpłodności. Jeśli jednak okaże się, że w jądrach są produkowane plemniki, to przyczyna ich braku w ejakulacie leży najprawdopodobniej w niedrożności dróg wyprowadzających nasienie. W takich przypadkach można rozważać próbę udrożnienia kanałów wyprowadzających nasienie, jednak nie we wszystkich przypadkach jest to możliwe i skuteczne.
Dalsza diagnostyka pacjenta z azoospermią lub znaczną oligozoospermią jest też wskazana ze względu na to, iż przyczyną takiego stanu mogą być nowotwory jądra, dlatego nawet u mężczyzn nie starających się danej chwili o potomstwo, nie powinno się tego stanu lekceważyć.

Jeśli pacjent z azoospermią wyraża chęć posiadania biologicznego potomstwa, możliwe jest pobranie plemników bezpośrednio z jąder (TESE – ang. testicular sperm extraction) lub z najądrzy (MESA – ang. microsurgical epididymal sperm aspiration) i podanie ich do komórek jajowych partnerki w celu zapłodnienia (metoda zapłodnienia in vitro tzw. ICSI lub ewentualnie klasyczny IVF jeżeli plemniki pobrane z najądrza wykazują ruch i są uzyskane w wystarczającej liczbie). Choć stosowanie takich metod doprowadza do ciąży i urodzenia dzieci, to jednak są one mniej skuteczne niż klasyczne in vitro czy ICSI wykonywane z plemników uzyskanych z nasienia. W przypadkach braku plemników w jądrze istnieją też metody zapładniania komórek jajowych komórkami prekursorowymi dla plemników (np. niedojrzałymi spermatydami), jednak są one jeszcze mniej skuteczne.

Aby z pełną świadomością podjąć decyzję o wykorzystaniu plemników lub komórek uzyskanych od mężczyzn z azoospermią (i ciężką oligozoospermią) do zapłodnienia, powinno się wykonać  badania genetyczne pacjenta np. badania kariotypu, mutacji genów  AZF. Ich wyniki mogą pomóc przy szacowaniu szans powodzenia w uzyskaniu ciąży przy użyciu tych komórek.

22 komentarze

Tags: , , , ,

Czym jest kryptozoospermia?

Opublikowany w 15 stycznia 2012 przez eliza

Kryptozoospermia to termin oznaczający bardzo niewielką liczbę plemników (zwykle znacznie mniej niż 0,1 miliona na mililitr) w nasieniu (ejakulacie). Czasem może on wręcz oznaczać, że w nasieniu można znaleźć jedynie kilka sztuk plemników. Kryptozoospermia jest stanem pośrednim pomiędzy azoospermią (całkowitym brakiem plemników), a oligozoospermią (obniżoną liczba plemników). Kryptozoospermia jest diagnozowana na podstawie ogólnego badania nasienia jeśli w preparacie bezpośrednim z nasienia nie znajduje się plemników, natomiast są one możliwe do zaobserwowania po zagęszczeniu nasienia przez wirowanie – w takich przypadkach po odwirowaniu nasienia analizuje się uzyskany osad.

Odróżnienie azoospermii od kryptozoospermii nastręcza trudności gdyż wymaga dodatkowych procedur przy badaniu nasienia (odwirowania próbki oraz szczegółowego i czasochłonnego analizowania osadu pod mikroskopem, w poszukiwaniu czasem naprawdę nielicznych plemników). Choć możliwości naturalnego zapłodnienia zarówno w przypadku azoospermii jaki i kryptozoospermii są praktycznie takie same (czyli nie jest to możliwe i pacjent jest uznawany za osobę bezpłodną) to jednak rozróżnienia obu stanów ma znaczenie dla oceny przydatności nasienia do technik wspomaganego rozrodu. Nawet pojedyncze plemniki znajdowane w nasieniu pacjentów z kryptozoospermią mogą być użyte w procedurze ICSI podczas gdy uzyskanie plemników od mężczyzn z azoospermią wymaga dodatkowych procedur takich jako pobranie plemników z jądra (TESE) lub z najądrza (MESA), co wiąże się także z dodatkowym stresem, zabiegami i kosztami.
Ważne przy kryptozospermii jest określenie czy obserwowane plemniki są ruchliwe czy też nie, ponieważ pozwala to na lepsze oszacowanie szans powodzenia przy ewentualnym zastosowaniu technik wspomaganego rozrodu takich jaki ICSI.

Oczywiście diagnostyka pacjentów z kryptozoospermią pod kątem chorób genetycznych, nowotworowych czy innych nieprawidłowości powinna być taka sama jak pacjentów z oligozoospermią, gdyż często przyczyny obu stanów są takie same.

 

Komentarze (0)

Tags:

Chromatyna plemnikowa

Opublikowany w 19 września 2011 przez blimusiek

Chromatyny plemnikowa to substancja znajdująca się w jądrze komórkowym plemnika, w której skład wchodzi przede wszystkim DNA, czyli materiał genetyczny plemnika, ale także RNA i różne białka. Chromatyna plemnikowa jest upakowana w chromosomach, które umożliwiają przekazywanie informacji genetycznej na kolejne pokolenia.

W kontekście badania nasienia „chromatyna plemnikowa” to także nazwa badania pozwalającego na ocenę genetycznej jakości plemników (ilości plemników z defektami DNA w jądrach komórkowych). Jakości genetycznej nie da się ocenić pod mikroskopem w preparacie bezpośrednim, dlatego samo badanie ogólne nasienia nie pozwala wnioskować na temat prawidłowości materiału genetycznego w plemnikach. Często jest tak, że nieprawidłowe wyniki badania nasienia (szczególnie obniżona morfologia albo ruchliwość) skłaniają do wykonania badania chromatyny plemnikowej, jako badania sprawdzającego, czy przyczyną nieprawidłowości budowy i ruchliwości nie są zaburzenia genetyczne. Poza tym, do tego badania może też skłonić obecność dużej liczby leukocytów w nasieniu – leukocyty  produkują wolne rodniki tlenu (tzw. ROS), które uszkadzają DNA.

Może się jednak zdarzyć i tak, że nasienie o prawidłowych  parametrach obserwowanych w badaniu ogólnym, okazuje się nieprawidłowe pod względem jakości chromatyny plemnikowej. Może to dotyczyć nawet 20% pacjentów, u których wyniki badania ogólnego są bez zarzutu. Takie przypadki są często „przeoczane”, ponieważ pacjentów z prawidłowym wynikiem ogólnego badania nasienia traktuje się często jako płodnych i nie poddaje się ich dalszym badaniom – jeśli nadal nie udaje się uzyskać ciąży takie pary trafiają często do niepłodności idiopatycznej (czyli o nieznanej przyczynie).

Właściwie nie obserwuje się zależności pomiędzy parametrami nasienia i wynikami badania chromatyny plemnikowej. Oznacza to, że równie dobrze pacjent o dobrych wynikach badania ogólnego nasienia może mieć podwyższony odsetek plemników z defektami genetycznymi, jak i pacjent o kiepskich wynikach badania ogólnego może mieć całkowicie poprawne wyniki badania chromatyny plemnikowej. Jedynie u pacjentów z oligozoospermią tendencja do pogarszania się wyników badania chromatyny plemnikowej wraz z obniżającą się liczbą plemników może być widoczna.

Z wyżej wymienionych powodów ocena chromatyny plemnikowej jest istotnym badaniem uzupełniającym do badania nasienia i ma szczególne zastosowanie u par, u których nie można rozpoznać innej przyczyny niepłodności. Ocena chromatyny plemnikowej ma także zastosowanie przed użyciem nasienia danego pacjenta w technikach wspomaganego rozrodu, aby doprecyzować szanse powodzenia w uzyskaniu ciąży. Nawet jeśli uda się zapłodnić komórkę jajową plemnikiem z nieprawidłowym materiałem genetycznym, to zarodek może obumierać po pierwszych kilku podziałach, może dojść do poronienia lub pojawienia się wad rozwojowych u płodu.

Przyczyną nieprawidłowości genetycznych w DNA plemników mogą być mutacje genów, jak i zaburzenia chromosomowe powstające na etapie spermatogenezy (powstawania plemników w jądrze) oraz już po jej zakończeniu, kiedy plemniki przebywają i dojrzewają w najądrzach. Przyczyną tych mutacji jest zarówno stres fizjologiczny (np. stres oksydacyjny – obecność wolnych rodników tlenu), jak i środowiskowy (substancje toksyczne pochodzące z otoczenia). Udowodniono m.in. wpływ palenia papierosów oraz zanieczyszczenie powietrza na pogorszenie wyników badania chromatyny plemnikowej. Także nowotwory jądra, choroby związane z wysoką temperaturą ciała oraz leukocytospermia (zwiększona liczba leukocytów w nasieniu towarzysząca np. stanom zapalnym w obrębie układu rozrodczego) przyczyniają się do defektów genetycznych w plemnikach.

Z wyżej wymienionych powodów ewentualne leczenie problemów z jakością chromatyny plemnikowej powinno rozpocząć się od wyeliminowania potencjalnie szkodliwych czynników, w tym chorób i toksycznych substancji z otoczenia pacjenta. Dodatkowo np. stosowanie antyoksydantów (np. w diecie) może obniżyć negatywny wpływ wolnych rodników na plemniki.

Oddanie nasienia do badania chromatyny plemnikowej przebiega tak samo jak oddanie w celu przeprowadzenia badania ogólnego. Pacjent powinien zachować 2-7-dniowy okres wstrzemięźliwości płciowej i oddać całość nasienia. Nasienie po oddaniu może być mrożone, co nie ma wpływu na wyniki. Próbka nasienia może być następnie analizowana na miejscu lub przesłana do specjalistycznych laboratoriów.

Chromatyna plemnikowa może być oceniana za pomocą kilku metod. Najbardziej popularna jest ocena struktury chromatyny plemnikowej wykonywana za pomocą techniki cytometrii przepływowej tzw. SCSA (ang. Sperm Chromatin Structure Assay). Wynikiem takiego badania jest tzw. indeks DFI (ang. DNA fragmentation Index), czyli odsetek plemników z uszkodzeniami DNA (fragmentacją DNA), a także HDS (ang.High DNA Stainability) – odsetek plemników o niedojrzałej chromatynie. Inną metodą oceny chromatyny plemnikowej jest SCD (ang. Sperm Chromatin Dispersion), także umożliwiająca ocenę liczby plemników z pofragmentowaną chromatyną, jednak na innej zasadzie niż w badaniu SCSA.

Gdzie można wykonać badanie chromatyny plemnikowej: link

Interpretacja wyników:

Wynikiem badania SCSA jest tzw. indeks DFI (odsetek plemników z fragmentacją DNA). Dodatkowo podaje się też stopień zaawansowania tych uszkodzeń (wyrażany procentowo) oraz odsetek plemników z chromatyną niedojrzałą.

  • DFI <15% – wynik prawidłowy; bardzo dobry potencjał do zapłodnienia;
  • DFI > 30% wynik nieprawidłowy; >30% plemników z defektami genetycznymi interpretuje się jako bardzo niski lub wręcz zerowy potencjał do zapłodnienia;
  • DFI w zakresie 15-24% – dobry potencjał do zapłodnienia;
  • DFI w zakresie 25-30% – umiarkowany/zadowalający potencjał do zapłodnienia.

Prawidłowy odsetek plemników dojrzałych (HDS) wynosi <15%.

Stopień zaawansowania uszkodzeń (jeśli jest podawany) dotyczy tylko plemników, które zostały „zaklasyfikowane” jako zawierające defekt, dlatego procent ten może być wyższy niż wskaźnik DFI.

W przypadkach słabych wyników badania chromatyny plemnikowej u danego pacjenta, przed użyciem jego nasienia w technikach wspomaganego rozrodu stosuje się procedury poprawiające odsetek plemników ruchliwych w próbce nasienia (np. swim-up, wirowanie w gradiencie gęstości). Ich zastosowanie przyczynia się co prawda do obniżenia odsetka plemników o nieprawidłowej chromatynie w próbce, jednak istnieją badania dowodzące, że nie powoduje to zwiększenia szansy na zapłodnienie.

Komentarze (1)

Plemnik

Tags: ,

Budowa plemnika

Opublikowany w 18 września 2011 przez blimusiek


Ogólnie:

Dojrzały plemnik ma długość ok. 60 µm i składa się z główki oraz witki. W witce można wyróżnić: szyjkę, wstawkę (część pośrednią), cześć główną i cześć końcową.

Plemnik

Szczegółowo:

Główka plemnika ma kształt owalny. Jej długość wynosi 4-5 µm, a szerokość 2,5–3,5 µm. Zawiera ona jądro komórkowe o chromatynie jednolicie gęstej, które otoczone jest od przodu tzw. akrosomem, który powstaje z przekształcenia aparatu Golgiego. W akrosomie znajdują się enzymy proteolityczne konieczne dla przejścia przez osłonkę przejrzystą owocytu (hialuronidaza, akrozyna, fosfataza kwaśna, neuraminidaza). Z tyłu akrosomu błona komórkowa plemnika ma zagłębienie zwane pierścieniem równikowym. Od strony szyjki główka jest wklęsła i tworzy wgłębienie zwane dołkiem implantacyjnym.

Witka stanowi aparat ruchowy plemnika.

Szyjka jest początkową częścią witki. Znajdują się w niej struktury łączące główkę plemnika z pozostałymi częściami witki – dwie centriole, z których centriola dystalna stanowi równocześnie ciałko podstawne witki i bierze udział w tworzeniu włókna aksonemalnego. Aksonema stanowi podstawowy aparat ruchu plemnika i przebiega przez całą witkę. Jest to kompleks mikrotubul, zbudowany z 2 mikrotubul centralnych, otoczonych przez 9 mikrotubul podwójnych. Na zewnątrz każdej z par obwodowych mikrotubul leżą pojedyncze włókna grube (keratynowe).

Wstawka stanowi kolejną część witki, o grubości poniżej 1 µm i długości 5-7 µm. We wstawce oprócz centralnie umieszczonej aksonemy, otoczonej przez 9 włókien grubych, znajduje się mankiet składający się z 20 wydłużonych mitochondriów ułożonych spiralnie. Cześć główna witki ma długość ok. 45 µm. Aksonema otoczona jest tu przez 9, a na końcu przez 7, włókien grubych i osłonkę. W części końcowej witki, o długości 5 µm, brak jest włókien grubych i osłonki włóknistej, a aksonema otoczona jest jedynie przez błonę komórkową.

Źródło: Katedra Andrologii i Endokrynologii Płodności Uniwersytetu Medycznego w Łodzi

Cechy brane pod uwagę przy ocenie morfologii plemników w badaniu ogólnym:

Główka plemnika musi mieć owalny, regularny kształt, bez wgłębień, nierówności itp. Akrosom w główce musi być wyraźnie widoczny i powinien zajmować od 40 do 70% powierzchni główki. Wakuole mogą występować w regionie akrosomalnym, ale nie może ich być więcej niż 2 i ich wspólna powierzchnia nie może przekraczać 20% powierzchni główki. Jakiekolwiek wakuole występujące w regionie postakrosomalnym główki są traktowane jako nieprawidłowość.

Wstawka musi być przyczepiona do główki w jej osi. Powinna mieć w przybliżeniu podobną długość co główka. Powierzchnia kropli cytoplazmy przyczepionych do wstawki nie może przekraczać 1/3 powierzchni główki. Wstawka powinna być wyraźnie grubsza od witki, ale też nie zbyt gruba.

Witka powinna mieć długość około 10 razy większą niż główka. Witka nie może być w żadnym miejscu złamana, nie może też tworzyć pętli. Delikatne wygięcia witki są dopuszczalne, o ile mają regularny przebieg i nie sugerują złamania.

Komentarze (0)

Tags: ,

Czynność i funkcjonowanie plemnika

Opublikowany w 18 września 2011 przez blimusiek

Transport plemników w męskim układzie płciowym ma charakter bierny, natomiast ich wędrówka w żeńskim układzie rozrodczym jest procesem czynnym, nazywanym też migracją. Bierny transport plemników zależy przede wszystkim od ciśnienia płynu wewnątrzkanalikowego w jądrze i w najądrzu oraz od perystaltyki nasieniowodów. Natomiast przemieszczanie się w drogach rodnych kobiety zależy głównie od ruchu samych plemników, czyli od ich właściwości motorycznych.

Po stosunku, większość plemników przedostaje się w okolice szyjki macicy, a ich część migruje do jamy macicy i jajowodów. Szybkość wędrówki plemników, poza tym, że zależy od ich motoryki, jest także zależna w dużym stopniu od właściwości śluzu szyjkowego (od jego przenikliwości). W optymalnym okresie okołoowulacyjnym, już po upływie 5 minut od depozycji nasienia w pochwie, plemniki mogą znaleźć się w jajowodach, gdzie odbywa się zapłodnienie. W pierwszej fazie cyklu menstruacyjnego kobiety, plemniki nie mogą tak skutecznie migrować w jej drogach rodnych, więc wiele z nich zatrzymuje się w tzw. kryptach gruczołów szyjkowych, co nazywane jest kolonizacją krypt szyjkowych. Plemniki stopniowo opuszczają krypty, w których mogą przebywać nawet do 7-9 dni i kierują się w stronę jamy macicy i dalej do jajowodów.

Kapacytacja (fizjologiczne uzdatnienie) jest procesem dalszego dojrzewania plemników w trakcie ich migracji w żeńskim układzie płciowym. Proces ten jest niewykrywalny morfologicznie – nie powoduje żadnych zmian w budowie plemnika. Rozpoczyna się on od szybkiego napływu jonów Ca do komórki plemnika, co wywołuje nasilenie jego ruchliwości (tzw. hiperkinezę). W błonie komórkowej plemnika dochodzi do zmiany (obniżenia) stosunku cholesterolu do fosfolipidów. Dochodzi także do destabilizacji błony komórkowej plemnika. Plemniki pozbywają się także resztek plazmy nasienia które mogą znajdować się na ich powierzchni, ponieważ mogą one mieć właściwości utrudniające zapłodnienie. Czas potrzebny do kapacytacji wynosi u człowieka około 6 godzin. Proces kapacytacji jest niezbędny do prawidłowego funkcjonowania plemnika, ponieważ umożliwia zapoczątkowanie tzw. reakcji akrosomalnej, która z kolei jest kluczowa dla osiągnięcia przez plemnik zdolności do penetracji otoczki komórki jajowej, a więc zapłodnienia.

Reakcja akrosomalna to końcowy etap dojrzewania plemników w trakcie migracji w drogach rodnych kobiety, a jednocześnie początek zapłodnienia. Reakcja ta polega na rozpadzie i uwolnieniu zawartości akrosomu (szczytowa część w główce plemnika) po jego kontakcie z otoczką przejrzystą komórki jajowej. Reakcja akrosomalna zapoczątkowana jest napływem jonów Ca do główki plemnika. W konsekwencji dochodzi do uwolnienia enzymów proteolitycznych (m.in. proakrozyny) z akrosomu, co umożliwia plemnikom przejście przez otoczkę komórki jajowej. Podczas tej reakcji zmienia się struktura równikowego regionu błony komórkowej główki plemnika, co pozwala na boczne, równikowe przyleganie plemnika do błony komórki jajowej, od którego zaczyna się proces zapłodnienia.

Komentarze (0)

Zapisz się do naszego newslettera

Aby zapisać się do newslettera, wpisz swój adres email poniżej. Otrzymasz email z informacją, jak potwierdzić subskrypcję.

Filmy